RESUMEN

La inseminación artificial (IA) es una biotecnología utilizada en la industria porcina desde hace muchos años, aunque actualmente el método más usado es con semen fresco l hay interés de los científicos por mejorar las técnicas utilizando semen congelado-descongelado (semen criopreservado) con el fin de aumentar las tasas de éxito en gestiones y mayor prolificidad de las cerdas. Para la cripreservación delsemeen deprocino, en la actualidad, se usan las técnicas empleando el método Alemán Westendorf y el método Americano Beltsville. Ambos métodos utilizan yema de huevo, glicerol, azúcares y agente detergente. Sin embargo, aún no es viable el uso de semen congelado-descongelado a nivel industrial debido a las bajas tasas de gestación y prolificidad, no obstante, la comunidad científica a nivel mundial sigue trabajando en diversos protocolos, todos ellos encaminados a la reducción del daño que sufren los espermatozoides al ser somettidos a bajas temperaturas, se está usando distintos agentes que funcionan como protectores de bajas temperaturas y  antioxidantes para mejorar la supervivencia espermática postdescngelación.

INTRODUCCIÓN

La IA es una herramienta crucial para mejorar la producción porcina a nivel mundial, básicamente porque es la más desarrollada y una de las biotecnologías más aplicadas en la cría de cerdos. A nivel mundial, los números de IA han ido en aumento desde su descrubrimiento hasta la fecha, en el caso de la inseminación artificial en cerdos la técnica que más se utiliza es la de semen fresco refrigerado. El uso de semen congelado-descongelado es muy bajo, debido a daños que persisten en los espermatozoides, a pesar del gran interés sobre su utilización de esta biotecnología, hasta el momento su uso está enfocado en conservar diversas líneas genéticas y también para comercializar las pajillas de semen congelado provenientes de cerdos con fenotipos y genotipos deseables o de alto mérito genético.  Por eso es indispensable que se siga investigando sobre los daños que causa esta técnica al espermatozoide y lograr obtener alternativas para mejorar las tasas de fecundación utilizando semen congelado-descongelado en las producciones porcinas. Por ello se está trabajando en elaborar diversos diluyentes crioprotectores para lograr revertir los daños causados a la membrana plasmática del espermatozoide y evitar al máximo posible la deshidratación de este durante la descongelación. El objetivo de esta revisión es proporcionar avances y resultados de estudios realizados sobre la criopreservación del porcino.

ANTECEDENTES

El primer registro de criopreservación de semen se remonta a aproximadamente hace 200 años, cuando Lazzaro Spallanzani en 1775 intentó preservar los espermatozoides enfriándolos en nieve (Becú, 2009). El progreso científico adicional se hizo considerablemente más tarde con el descubrimiento de Polge de las propiedades crioprotectoras del glicerol (García et al., 2011). Este avance marcó un giro en el campo de la preservación de la fertilidad. Desde ese avance, ha habido mejoras considerables en las técnicas para la criopreservación de semen de diferentes especies. Las primeras crías producidas a partir de espermatozoides congelados se registraron en 1951 en bovino, 1953 humano, 1957 porcino, equino y en 1967 ovino (Curry, 2000).

Los bancos de espermatozoides congelados se desarrollaron en la década de 1960 para el ganado y en la década de 1970 para los humanos (Critser et al., 2003). Hoy en día, la inseminación artificial de animales y la tecnología de reproducción asistida por humanos utilizan espermatozoides criopreservados. Sin embargo, a pesar de los numerosos logros en criobiología de los espermatozoides, la búsqueda continúa por descubrir métodos que puedan recuperar óptimamente los espermatozoides viables después de la criopreservación (Sánchez et al., 2011). En los animales, la inseminación artificial es una técnica ampliamente aceptada que utiliza espermatozoides congelados y descongelados para controlar o acelerar la tasa de mejoramiento genético (Medina et al., 2005). Al inseminar hembras selectas o múltiples, respectivamente, con el semen obtenido de un macho de calidad genética deseada, la industria porcina busca una forma de optimizar la productividad de los verracos destinados a la IA (Singleton, 2001).

La congelación de semen porcino no es una técnica nueva; sin embargo, los resultados obtenidos en la criopreservación del semen de verraco aún no son viables respecto a su fertilidad, por este motivo, su uso y aplicación continúan siendo limitados (Córdova et al., 2005). A pesar de esto, algunos investigadores tienen interés en el tema, buscando conseguir la importación y exportación de gametos de verracos con alto valor genético, y también poder perpetuar líneas genéticas (Martínez et al., 2007).

Criopreservación espermática

A pesar de los avances tecnológicos en la actualidad sobre técnicas de congelamiento a nivel comercial se siguen utilizando los dos métodos más conocidos que fueron descubiertos en 1975, el método Alemán Westendorf y el método Americano Beltsville. Ambos métodos utilizan yema de huevo, glicerol, azúcares y un agente detergente (Orvus es paste) (Gómez et al., 2008).

El proceso de congelación de los espermatozoides supone una interrupción del metabolismo de la célula espermática, por tanto el objetivo de la crioconservación es que, manteniendo indefinidamente este estado celular, no se altere la capacidad fecundante de los espermatozoides una vez descongelados (Ávila et al., 2006). Para que el método de criopreservación sea satisfactorio es necesario un conocimiento detallado de los factores, tanto internos (aquellos propios del animal y la célula, que no se pueden modificar) como externos (aquellos que son manipulables), que intervienen en la supervivencia espermática; así como de sus posibles interacciones (Lozano, 2009).

Métodos de criopreservación espermática

Actualmente hay dos métodos de criopreservación de espermatozoides: Congelación lenta y vitrificación o Congelación rápida.

En el primero, las células están expuestas a extensores que contienen crioprotectores; la suspensión de espermatozoides está sujeta a un equilibrio térmico gradual que puede ser controlado por un dispositivo de congelación programable calibrado para especies (Medrano et al., 2009). Esto permite que las células puedan someterse a un sobreenfriamiento, iniciando la formación de cristales de hielo y aumentando la concentración de solutos en el medio extracelular, que hace que el agua fluya desde el interior al exterior con el aumento resultante de solutos en la célula disminuyendo el punto de congelación a aproximadamente −35 ° C (Raju et al., 2006). Durante la vitrificación, el agua adquiere un estado vítreo sin la formación de cristales de hielo (Tavukcuoglu et al., 2012), para esto ocurren, altas tasas de enfriamiento asociadas con altas concentraciones de crioprotectores permeables y no permeables que deben utilizarse (Fahy y Wowk, 2015). La vitrificación simplifica y en algunas especies mantiene o mejora la criopreservación de espermatozoides en comparación con la congelación lenta (Isachenko et al., 2012; Merino et al., 2011; Sánchez et al., 2011) porque reduce el daño mecánico causado por el hielo, elimina la importancia de determinar el enfriamiento y calentamiento óptimos de velocidad para el espermatozoide y permite que el enfriamiento sea lo suficientemente rápido (15,000–30,000 ° C / min), evitando así lesiones por frío (Fahy y Wowk, 2015). Sin embargo, el uso de altas concentraciones de crioprotectores tiene un efecto osmótico perjudicial en la célula (Arraztoa et al., 2017). En la vitrificación de espermatozoides de cerdo, solo el 2% son viables y se presenta ausencia de motilidad después de la vitrificación con o sin crioprotectores penetrantes; sin embargo, el ADN entra y permite conservar la integridad y la condensación, por lo que su uso va enfocado hacia la producción de embriones por espermatozoides mediante una inyección intracitoplasmática o también conocida como ICSI (Arraztoa et al., 2017).  La vitrificación en combinación con disacáridos como sacarosa 0.25 M y trehalosa 0.1 M obtuvo hasta 30% de espermatozoides móviles después de la vitrificación, pero por ahora estos resultados no son estables y la variabilidad está asociada con la calidad del semen (Sánchez et al., 2018).

La tecnología de criopreservación del espermatozoide incluye seis etapas importantes:

1. Dilución del material seminal.
2. Enfriamiento de la suspensión espermática.
3. Adición del agente crioprotector y envasado.
4. Congelación.
5. Almacenamiento en envase criogénico.
6. Descongelación y utilización.

Cabe recalcar que cada etapa antes mencionada va enfocada hacia producir el menor daño posible en cada una de las estructuras y el metabolismo que conforman al espermatozoide  permitiendo así la función de la membrana plasmática, de lo contrario el espermatozoide perdería la capacidad para llevar a cabo sus funciones con normalidad  (Watson, 2000).

Principios básicos de la crioconservación espermática y fertilidad del semen escongelado

Enfriamiento de la suspensión espermática

Los factores que influyen en la afección de la calidad de los espermatozoides porcinos durante el proceso de criopreservación son las velocidades y temperaturas de enfriamiento,  ya que hay cambios en la membrana plasmática de las células a 5ºC, por otro lado  si los espermatozoides se mantienen entre 15ºC, 17ºC o 18ºC  durante un periodo de 10 a 20 h se incrementa el porcentaje de integridad plasmática postdescongelación pero con disminución de la motilidad (Aleman et al., 2007).

Los espermatozoides porcinos son susceptibles al choque frío, perdiendo rápidamente sus características a temperatura de 0ºC los daños que causa el choque frío es pérdida de la motilidad, lesión en la membrana plasmática, acrosomal y mitocondrial. Algunas investigaciones han observado que esta susceptibilidad disminuye si se desciende la temperatura paulatinamente durante 2 a 4 horas previas a alcanzar temperaturas por debajo de los -15 °C (Zepeda et al., 2017).

La incorporación de yema de huevo durante el proceso de enfriamiento protege a los espermatozoides porcinos del daño por choque térmico , debido a que su composición contiene fosfolípidos, la adición de ciclodextrinas a un medio con yema de huevo, ya sean solas o conjuntamente con colesterol parece proporcionar también cierta protección a los espermatozoides porcinos frente al enfriamiento siempre y cuando se utilice una concentración adecuada (Blanch et al., 2009).

Congelación

El proceso de congelación de espermatozoides porcinos produce daños en la célula espermática como consecuencia de la formación de cristales de hielo entre los -5 ºC y -10 ºC, esta situación hace que se produzca una difusión del potencial químico del agua al medio con menor potencial químico. Esto hace que el agua de dentro de la célula espermática se exteriorice y la célula se deshidrate. Dependiendo de la velocidad de deshidratación la célula sufrirá más o menos daño (Williams et al., 2015).

El proceso de congelación espermática causa distintos daños como consecuencia del estrés que sufre el espermatozoide a consecuencia del choque frío, estrés osmótico y la formación de hielo durante el proceso de congelación-descongelación (Jara, 2012).

Por esta razón la vida del espermatozoide va a disminuir junto con la capacidad de fecundación , ocasionando pérdida de motilidad y alteraciones en la membrana plasmática Diversos estudios han informado que el porcentaje de espermatozoides móviles disminuyó de 50.6% a 30.3% después de la crioconservación. Sin embargo, el mecanismo a través del cual la motilidad disminuye no se ha conocido completamente hasta la fecha. Existe una fuerte correlación entre el porcentaje de espermatozoides inmóviles y defectos mitocondriales después de la descongelación (Zeng, 2001).

Otro parámetro afectado por la congelación es la morfología , ya que un flujo de líquido no controlado en el espermatozoide puede cambiar la osmolaridad celular y deformar la estructura de la membrana, alterando la morfología de los espermatozoides observable en sus defectos de cabeza y cola sueltos, como las colas enrolladas y en bucle, se observan con frecuencia después de la congelación de los espermatozoides (Peña, 2003).  

Los cambios en el ADN de los espermatozoides durante la crioconservación pueden ser causados ​​por el estrés oxidativo y los factores que inducen a la apoptosis, que conducen a la alteración de la estructura de las nucleoproteínas, los enlaces disulfuro y el complejo de ADN-protamina. También se ha demostrado que los espermatozoides con morfología anormal son más sensibles al daño del ADN durante la crioconservación en comparación con aquellos con morfología normal (Chanapiwat, 2012).

Por lo que es indispensable el uso de diluyentes en la criopreservación para reducir los daños que presentan los espermatozoides (Zhang et al., 2017). 

Diluyentes de Congelación

En general, los medios de crioprotección incluyen, como principales componentes los agentes crioprotectores, tanto penetrantes (glicerol) como no penetrantes (azúcares), lipoproteínas, detergentes y aditivos.

Crioprotectores

Los crioprotectores son agentes que permiten una adecuada velocidad de enfriamiento de los espermatozoides, mejorando la viabilidad celular, ya que son sustancias hidrosolubles y de baja citotoxicidad que van a disminuir el punto eutéctico de una solución de esta manera el espacio extracelular de la célula se va a mantener más hidratada y el gradiente osmótico será menor en el momento de la congelación (Sancho y Vilagran, 2013).

Los crioprotectores se van a clasificar en agentes penetrantes y no penetrantes, de acuerdo a la permeabilidad a través de la membrana celular (Córdova et al., 2015).

Crioprotectores penetrantes

Son sustancias de bajo peso molecular que penetran en el interior de la célula y actúan deshidratando la célula por sustitución del agua intracelular, amortiguando el incremento de concentración de solutos en el medio extracelular, impidiendo la formación de cristales en el interior y evitando el estrés osmótico. Los más empleados son el 1-2 propanodiol, dimetilsúlfóxido (DMSO), etilenglicol y glicerol.

Crioprotectores no penetrantes

Son sustancias de alto peso molecular, efectivas a velocidades altas de congelación, caracterizadas por ejercer su acción protectora promoviendo la rápida deshidratación celular, por lo que suelen utilizarse asociados a los agentes penetrantes. Los más utilizados son: sacarosa, dextrosa, glucosa, polivinilpirrolidona (PVP), dextrano y polietilenglicol (Wasilewska y Fraser, 2017).

Los crioprotectores que penetran la célula reemplazan el agua, es decir, entra el agente crioprotector y sale el agua. El no penetrante, en cambio, evita el arrugamiento excesivo de la membrana plasmática, que ocurre cuando entra crioprotector y sale agua, ya que las velocidades son diferentes (sale más rápido el agua). Por lo tanto, en criopreservación, se utiliza una mezcla de crioprotectores penetrantes y no penetrantes (Terreros et al., 2015).

En los últimos años, se han evaluado nuevos suplementos crioprotectores, como la lecitina de soya y las lipoproteínas de baja densidad, en la congelación de espermatozoides humanos y animales ,Estos nuevos aditivos criogénicos tienen propiedades lipídicas que pueden combatir directamente las sustancias oxígeno reactivas (ROS) (Emamverdi et al., 2014).

Lipoproteínas

De forma habitual, los diluyentes de crioconservación espermática incorporan yema de huevo como agente protector contra el choque frío, pero su mecanismo de actuación no está bien definido. Se especula con la hipótesis de que las lipoproteínas de bajo peso molecular interaccionan con la membrana y modifican su permeabilidad, lo que protegería al espermatozoide (Carvajal et al., 2004).

Es ampliamente conocido que el colesterol es uno de los factores que determinan las propiedades biofísicas de las membranas biológicas y, por lo tanto, este regula los cambios conformacionales y la función de las proteínas de membrana. Dado que los espermatozoides son células altamente diferenciadas. que han perdido la mayor parte de su membrana durante la criopreservación (Yeste, 2016).

El contenido de colesterol se regula en función del colesterol, la concentración del ambiente durante la capacitación del espermatozoide produce la salida de colesterol y la membrana plasmática. se vuelve más fluida. La membrana plasmática del espermatozoide de cerdo presenta una baja proporción de colesterol / fosfolípido y un alto contenido de fosfolípidos insaturados, lo que conduce a una alta fluidez en la membrana y un periodo corto de capacitación. Del mismo modo, se ha observado que la respuesta a bajas temperaturas está fuertemente relacionada con la composición lipídica de la membrana (Orrego et al., 2019).

Detergentes

Se ha observado que al incluir detergentes en los protocolos de criopreservación espermática porcina ayuda a disminuir los daños que son ocasionados por los procesos de congelación-descongelación en espermatozoides porcinos (Mejía, 2010).

El detergente más utilizado en diluyentes para criopreservación espermática es el Orvus Es Paste (OEP) este detergente aumenta el efecto protector de la yema de huevo,rompiendo los lípidos de la yema del huevo y los hace más disponibles a la membrana del espermatozoide (Juarez, 2009).

Aditivos

Diversos estudios han analizado alternativas en la composición de los diluyentes de congelación. Estos trabajos se enfocan principalmente en la búsqueda de alternativas de la composición de los diluyentes para la criopreservación adicionando diferentes aditivos a los diluyentes ya establecidos (Gaczarzewicz et al., 2015). Estos estudios han demostrado que los lípidos reducen significativamente la sensibilidad al choque por enfriamiento de los espermatozoides de verracos (He et al., 2001). 

Plasma seminal

El plasma seminal es eliminado durante el proceso de crioconservación para congelar únicamente los espermatozoides. La eliminación del plasma seminal, puede producir una supresión, modificación y reestructuramiento de las glicoproteínas que rodean la superficie de la membrana plasmática del espermatozoide, causando una disminución de la motilidad, actividad metabólica y pérdida de la capacidad fecundante (Centurión et al., 2008).

Los resultados son contradictorios en cuanto al efecto beneficioso o no, de la incubación previa a la crioconservación de los espermatozoides, en plasma seminal. Hay autores que han encontrado mejoras en la resistencia de los espermatozoides al choque por frío o incluso han visto que se puede revertir el estado de capacitación espermática (Domínguez, 2015). También hay estudios que han demostrado que incluir el plasma seminal durante el proceso de criopreservación resulta perjudicial, esta controversia puede deberse a las variaciones encontradas en la composición del plasma seminal entre distintos machos y también entre eyaculados (Rodríguez, 2005).

Antioxidantes

La generación de sustancias oxígeno reactivas (ROS) y el estrés oxidativo durante el proceso de criopreservación pueden provocar daños graves en los espermatozoides.Estudios han demostrado que al incluir antioxidantes a los extensores de congelación puede neutralizar las ROS y prosperar las funciones de los espermatozoides posterior a la descongelación (Zhang et al., 2012). Los antioxidantes se dividen en dos categorías con respecto a su estructura química: enzimáticos y no enzimáticos.

Los antioxidantes enzimáticos incluyen glutation peroxidasa (GPx), superóxido dismutasa (SOD) y catalasa.

Los antioxidantes no enzimáticos consisten en eliminadores de radicales como la vitamina E (α-tocoferol), la vitamina C (ácido ascórbico), el glutation (GSH), la taurina y los cofactores como el selenio o el zinc que son necesarios para la función de las enzimas antioxidantes. Estos representan sistemas de defensa que pueden combatir los radicales libres (Hernández, 2013).

Uso y beneficios del uso de antioxidantes en la criopreservación espermática 

Según los informes, la adición de antioxidantes a los medios de congelación aumenta la calidad espermática en el desempeño post-descongelamiento y reproducción después de la inseminación artificial. Pero no todos los antioxidantes han demostrado ser beneficiosos. Los reportados para mejorar los resultados son: glutation peroxidasa, L-cisteína, α-tocoferol, hidroxitolueno butilado, y ácido ascórbico (Satorre et al., 2012; Giaretta et al., 2015).

El glutatión peroxidasa proporciona un resultado particularmente interesante, ya que además de los medios de congelación y descongelación, preserva la motilidad del espermatozoide, la membrana plasmática e integridad nuclear, y compensa la reducción de la capacidad de fecundación tanto in vitro como in vivo (Estrada et al., 2015). Además, se informó que algunos antioxidantes producen mejores resultados cuando se combinan con otros, como con ácido ascórbico cuando se combina con Trolox y glutatión peroxidasa (Varoghiuru et al., 2015).

Proceso de descongelación

La descongelación del semen es un punto crítico, siendo esta fase tan importante como el proceso de congelación para la supervivencia espermática (Quintero, 2012). Además de los daños ocasionados por la congelación, los espermatozoides se pueden deteriorar si el proceso de descongelación es inadecuado.Los factores responsables durante esta etapa son principalmente la  formación inadecuada de hielo y el subsiguiente estrés osmótico inducido durante la congelación y descongelación (Carpio, 2008). Estos factores  alteran las funciones del espermatozoide debido a modificaciones en la conformación de la membrana, particularmente los lípidos y las proteínas. Estos fenómenos podrían estar asociados con cambios proapoptóticos en espermatozoides causados por los ROS producidos bajo condiciones de estrés (Mayorga, 2015).

Daño de la criopreservación sobre el espermatozoide

Las lesiones criogénicas afectan la integridad de la membrana plasmática de los espermatozoides, el acrosoma y núcleo, así como la función mitocondrial y la motilidad de los espermatozoides (Tomas et al., 2013). El efecto neto de estos cambios es una disminución en la integridad del espermatozoide (Vadnais y Althouse, 2011).

La criotolerancia de los espermatozoides está directamente relacionada con la composición de la membrana plasmática, específicamente la relación colesterol-fosfolípidos y la abundancia de ácidos grasos saturados en la fracción de fosfolípidos (Yeste et al., 2014), ya que estos

componentes determinan la congelación del espermatozoide. La evidencia que respalda esta relación viene de éxitos y fracasos usando espermatozoides de varias especies. Por ejemplo, los espermatozoides de toro presentan una mayor resistencia a los procedimientos de congelación y descongelación que los espermatozoides de cerdos, esto se atribuye al mayor colesterol-fosfolípido que presentan los espermas de toro (toro: 0.45 vs. verraco: 0.26) y una menor proporción molar de proteína a fosfolípidos (toro: 0.80 vs. verraco: 1.26) en esperma de toro (Yeste, 2016). El plasmalema del esperma de cerdo también es rico en fosfolípidos insaturados, lo que lo hace muy susceptible al choque frío (Pinart et al., 2015).

Como consecuencia, la membrana plasmática del esperma de cerdo se desestabiliza fácilmente y fácilmente pierde su permeabilidad selectiva, permitiendo que componentes como el bicarbonato puedan ingresar al gameto (Casas et al., 2010), interrumpiendo la homeostasis además de facilitar la degradación de proteínas y ARNm (Chen et al., 2014; Zenget al., 2014). El daño de la membrana afecta aún más la capacidad de los espermatozoides para unirse a las células epiteliales de la unión uterotubal y el istmo oviductal, que son necesarias para establecer el reservorio de esperma y para el éxito de la fertilización (Knox, 2015). La criopreservación también puede modificar la localización de nucleoproteínas (protamina 1 e Histona 1) e interrumpen los puentes disulfuro entre los residuos de cisteína de protaminas (Flores et al., 2011; Yeste et al., 2013). Aunque la congelación no afecta inmediatamente la fragmentación del ADN, (Flores et al.,2011), después de la descongelación el daño latente se hace evidente cuando los espermatozoides congelados y descongelados se incuban a 37 ° C durante al menos 2-4 horas (Alkmin et al., 2014; Yeste et al., 2013). Estos efectos perjudiciales en el núcleo espermático puede ayudar a explicar las tasas más bajas de fertilización de los espermatozoides congelados y descongelados cuando se mide en función de las tasas de parto y el tamaño de la camada (Estrada et al., 2014).

Finalmente, la congelación-descongelación daña las mitocondrias, reduciendo la actividad. de estos orgánulos (Flores et al., 2010), en consecuencia, afecta la movilidad de los espermatozoides (Estrada et al., 2014). El daño mitocondrial, también aumenta la generación de ROS, aunque la gravedad de este va a depender del fenotipo y será variado según la especie (Guthrie y Welch, 2012). La criopreservación de los espermatozoides de verracos en particular resultan en la redistribución y relocalización de proteínas cruciales, tales como actina, mitofusina 2 y familia de portadores de solutos 2 (transportador facilitador de glucosa) miembro 3; que compromete la función de proteínas específicas implicadas en los canales de iones de membrana (Kim et al., 2008); y altera el patrón de fosforilación de tirosina de proteínas específicas del espermatozoide (Kumaresan et al., 2011).

 Fertilidad y prolificidad del semen porcino crioconservado

Cuando se ha utilizado semen congelado-descongelado en unidades de producción animal se han obtenido tasas de fertilidad y prolificidad de 20 a 30 % menores que utilizando semen fresco , también se ha visto su influencia en los animales nacidos ya que son de 2 a 3 lechones menos por parto utilizando semen congelado (Hernández et al., 2014). Los factores que afectan la baja fertilidad y prolificidad tienen relación con el porcentaje de espermatozoides que permanecen vivos y móviles posterior a la congelación, ya que se reduce en un 50% (Kijpooncharoen et al., 2017).  Esta pérdida de movilidad y viabilidad se asocia a los daños que sufren las membranas plasmáticas durante los procesos de enfriamiento, congelación y descongelación , así como a procesos de envejecimiento prematuro de la célula, por lo tanto los espermatozoides van a tener su vida limitada y van a perder sus capacidades de fecundar al ovocito (Álvarez et al., 2017).

CONCLUSIÓN

El uso del semen porcio congelado-descongelado (semen criporeservado), no es viable a nivel industrial. Una de las razones está relacnada con la producción, ya que los resultados de fertilidad y prolificidad son muy bajos en compración con las producciones obtenidas utilizando semen fresco diluido refrigerado; reercutiendo de manera importante en la rentabilidad de la Unidad de producción Porcina y por lo tanto, en las ganacias del porcicultor. En la actualidad existe gran interés en la comniad científica en la aplicación de nuevas biotecnologías realcionadas con la crioreservación del semen de porcino, en cuanto al control de aspectos biofísicos, bioquímicos y fisiológicos de los espermatozoides. También se está trabajando en lograr producir diluyentes que protejan mejor a los espermatozoides durante el proceso de la criporeservación, tales como agua de coco, aloe vera, jitomate y diversos antioxidantes. 

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